Effect of MOTS-c on hepatocyte injury induced by glycochenodeoxycholic acid by regulating transporter MRP2 expression
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摘要:目的
探讨线粒体衍生肽MOTS-c对甘氨鹅脱氧胆酸（GCDCA）诱导的人肝细胞THLE-3损伤的影响及相关机制。
方法体外培养THLE-3细胞，采用不同浓度的GCDCA和MOTS-c干预THLE-3细胞，通过细胞计数试剂盒（CCK-8）法筛选出GCDCA和MOTS-c的处理浓度。再采用GCDCA（200 µmol/L）、MOTS-c（15、30、60 µmol/L）、多药耐药蛋白2（MRP2）抑制剂Probenecid（500 µmol/L）和核因子E2相关因子2（Nrf2）抑制剂ML385（10 µmol/L）对THLE-3细胞进行处理或预处理，采用CCK-8法检测各组细胞增殖率；生化法检测各组细胞培养液中乳酸脱氢酶（LDH）水平；流式细胞术检测各组细胞凋亡率；实时荧光定量聚合酶链反应（RT-qPCR）法检测细胞中MRP2信使RNA（mRNA）水平；蛋白质印迹法检测细胞中MRP2和Nrf2蛋白表达水平。
结果随着GCDCA处理浓度的升高，THLE-3细胞增殖活性逐渐降低，细胞培养液中LDH活性及细胞凋亡水平逐渐升高，细胞中MRP2表达水平均逐渐降低（均为P<0.05）。30、60 µmol/L MOTS-c干预均可提高GCDCA暴露下THLE-3细胞增殖活性，上调细胞中MRP2和Nrf2表达水平，而降低细胞培养液中LDH活性及细胞凋亡水平（均为P<0.05）。联合Probenecid干预可部分逆转MOTS-c对GCDCA诱导的THLE-3细胞损伤的改善作用，联合ML385干预则又可部分抑制MOTS-c干预对GCDCA暴露下THLE-3细胞中MRP2表达的诱导作用。
结论MOTS-c可减轻GCDCA诱导的人肝细胞THLE-3损伤，其作用机制可能与促进Nrf2介导的MRP2表达上调有关。
Abstract:ObjectiveTo investigate the effects and related mechanisms of mitochondrial-derived peptide MOTS-c on glycochenodeoxycholic acid (GCDCA)-induced injury in human hepatocytes (THLE-3 cells).
MethodsTHLE-3 cells were cultured in vitro and treated with different concentrations of GCDCA and MOTS-c. The optimal concentrations of GCDCA and MOTS-c were determined by CCK-8 method. Subsequently, THLE-3 cells were treated or pre-treated with GCDCA (200 µmol/L), MOTS-c (15, 30, 60 µmol/L), the multidrug resistance protein 2 (MRP2) inhibitor Probenecid (500 µmol/L), and the nuclear factor erythroid 2-related factor 2 (Nrf2) inhibitor ML385 (10 µmol/L). Cell proliferation was assessed by CCK-8 method. Lactate dehydrogenase (LDH) levels in the culture medium were measured by biochemical method. Cell apoptosis rates were determined by flow cytometry. MRP2 messenger RNA (mRNA) levels were detected by real-time quantitative polymerase chain reaction (RT-qPCR). MRP2 and Nrf2 protein expression levels were analyzed by Western blotting.
ResultsAs the concentration of GCDCA increased, the proliferation activity of THLE-3 cells gradually decreased, while LDH activity in the culture medium and apoptosis levels increased, and the expression levels of MRP2 in the cells decreased (all P<0.05). Treatment with 30 and 60 µmol/L MOTS-c significantly enhanced the proliferation activity of THLE-3 cells exposed to GCDCA, upregulated the expression of MRP2 and Nrf2, and reduced LDH activity and apoptosis levels (all P<0.05). Co-treatment with Probenecid partially reversed the protective effects of MOTS-c on GCDCA-induced THLE-3 cell injury, while co-treatment with ML385 partially inhibited the induction of MRP2 expression by MOTS-c in THLE-3 cells exposed to GCDCA.
ConclusionsMOTS-c may alleviate GCDCA-induced injury in human hepatocytes (THLE-3 cells), and its mechanism may be related to the upregulation of MRP2 expression mediated by Nrf2.
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缺血-再灌注损伤（ischemia-reperfusion injury，IRI）相关性肝内胆汁淤积是肝移植术后的常见现象，患者早期主要表现为黄疸、血清总胆红素升高等，其发生机制可能与胆汁转运障碍有关。胆汁的转运需要线粒体供能，并由细胞膜上相关转运蛋白完成转运。研究证实，IRI可导致肝细胞线粒体功能障碍，形成能量代谢障碍，引起能量供应不足[1-3]。同时，IRI也可导致肝细胞膜上相关转运蛋白表达下调[4-5]。因此，IRI介导的胆汁转运障碍可能是导致肝移植术后胆汁淤积的重要原因。多药耐药蛋白2（multidrug resistance protein 2，MRP2）是一种位于细胞膜上的三磷酸腺苷（adenosine triphosphate，ATP）依赖性外排转运蛋白，需要线粒体供能，参与细胞内外多种复合物包括胆汁的转运。研究显示，MRP2在IRI及阻塞性胆汁淤积患者肝组织中低表达[5-6]，而上调MRP2表达可以增加胆汁的外排，进而改善动物胆汁淤积性肝损伤[7-9]，提示胆汁转运障碍可能是由IRI介导的MRP2低表达所致。
MOTS-c是一种线粒体基因组编码的线粒体衍生肽，含有16个氨基酸，参与多种应激条件下代谢功能障碍的调节，对IRI有明显的改善作用[10-11]。有研究显示，MOTS-c可直接与核因子E2相关因子2（nuclear factor erythroid 2-related factor 2，Nrf2）相互作用来激活Nrf2信号通路，从而改善线粒体功能障碍[12-13]。而且激活Nrf2可减少肝脏中胆汁酸的合成，上调MRP2的表达，从而调节胆汁酸代谢平衡[14-15]。然而，MOTS-c是否可通过调节MRP2表达改善胆汁淤积进而减轻肝损伤目前尚不明确。甘氨鹅脱氧胆酸（glycochenodeoxycholic acid，GCDCA）是一种疏水性胆汁酸，在肝组织中能与甘氨酸作用产生一种有细胞毒性的胆汁盐，其也是胆汁淤积性肝病患者血清中主要的胆汁酸成份。本研究采用GCDCA处理人肝细胞THLE-3建立体外胆汁淤积性肝损伤细胞模型，探讨MOTS-c对胆汁淤积性肝细胞损伤及MRP2表达的影响，并简要阐明其作用机制，以期为肝移植后胆汁淤积的治疗提供参考。
1. 材料与方法
1.1 细胞、主要试剂和仪器
人永生化肝细胞THLE-3购自中国科学院分子细胞科学卓越创新中心。GCDCA（纯度≥98.0%）、MRP2抑制剂Probenecid（纯度99.8%）和Nrf2抑制剂ML385（纯度99.96%）（美国MedChemExprss公司），DMEM培养基（美国Hyclone公司），细胞计数试剂（cell counting kit，CCK）-8、异硫氰酸荧光素（fluorescein isothiocyanate，FITC）Annexin V/碘化丙啶（propidiumiodide，PI）（北京索莱宝科技有限公司），乳酸脱氢酶（lactate dehydrogenase，LDH）试剂盒（南京建成生物工程研究所），RNA提取试剂盒、互补DNA（complementary DNA，cDNA）第一链合成试剂盒和实时荧光定量聚合酶链反应（real-time fluorescence quantitative PCR，RT-qPCR）试剂盒（武汉爱博泰克生物科技有限公司），兔抗人MRP2单克隆抗体、兔抗人Nrf2多克隆抗体和兔抗人GAPDH多克隆抗体（英国Abcam公司）。CO2培养箱、酶标仪（美国Thermo公司），流式细胞仪（美国Beckman公司），RT-qPCR仪（瑞士Roche公司），电泳仪（美国Bio-Rad公司）。本研究已通过遵义医科大学第二附属医院医学伦理审查委员会审批，豁免患者知情同意（批号：KYLL-2025-001）。
1.2 CCK-8检测各组细胞增殖率
THLE-3细胞在含10%胎牛血清的DMEM于37 ℃，5%CO2的培养箱中培养。收集对数生长期的THLE-3细胞，调整细胞密度1×104/mL并接种于96孔细胞培养板中。待细胞融合度达到90%左右时，采用不同浓度（25、50、100、200、400 µmol/L）GCDCA或不同浓度（7.5、15、30、60、120、240 µmol/L）MOTS-c分别处理THLE-3细胞，每个浓度设置3复孔，以0 µmol/L GCDCA或MOTS-c干预组作为对照组。孵育6 h后，每孔加入10 µL CCK-8溶液，2 h后在酶标仪上检测450 nm处的吸光度（A）值，计算细胞增殖率。细胞增殖率=（A实验孔-A空白孔）/（A对照孔-A空白孔）×100%。筛选出GCDCA诱导浓度和MOTS-c干预浓度。
1.3 实验分组
根据筛选出的GCDCA诱导浓度，将THLE-3细胞分为：对照组和（50、100、200 µmol/L）GCDCA组，检测各组细胞增殖率、细胞凋亡率、培养液中LDH活性及MRP2蛋白表达量。
根据筛选出的MOTS-c的干预浓度，将THLE-3细胞分组：对照组、GCDCA组和15、30、60 µmol/L MOTS-c组。对照组不处理，剩余组均采用200 µmol/L GCDCA诱导THLE-3细胞损伤，MOTS-c组在GCDCA诱导的基础上同时加入相应浓度的MOTS-c进行处理，6 h后收集细胞，检测各组细胞增殖率、细胞凋亡率、培养液中LDH活性、细胞中MRP2信使RNA（messenger RNA，mRNA）、MRP2及Nrf2蛋白表达水平。
根据预处理实验结果，（1）将THLE-3细胞分为4组：GCDCA组、MOTS-c组、Probenecid组和MOTS-c+Probenecid组。所有组采用200 µmol/L GCDCA诱导THLE-3细胞损伤，MOTS-c干预浓度为60 µmol/L，在GCDCA诱导前20 min，加入500 µmol/L Probenecid进行预处理[16]，6 h后收集细胞，检测各组细胞增殖率、细胞凋亡率、培养液中LDH活性和细胞中MRP2蛋白表达水平。（2）将THLE-3细胞分为4组：GCDCA组、MOTS-c组、ML385组和MOTS-c+ML385组。所有组采用200 µmol/L GCDCA诱导THLE-3细胞损伤，MOTS-c干预浓度为60 µmol/L，在GCDCA诱导前20 min，加入10 µmol/L ML385进行预处理[17]，6 h后收集细胞，检测各组细胞中MRP2和Nrf2蛋白表达水平。
1.4 检测细胞培养液中LDH水平
收集细胞培养液，离心取上清，按照LDH测定试剂盒说明书进行操作，检测各组细胞培养液中LDH活性。
1.5 流式细胞术检测细胞凋亡水平
收集THLE-3细胞，调整细胞密度并以每孔3×105个细胞接种于6孔细胞培养板中，每组设置3复孔。待细胞贴壁后，按照上述分组处理细胞。6 h后，离心弃上清，收集细胞。加入100 µL结合缓冲液重悬细胞，再分别加入5 µL FITC Annexin V和PI避光孵育20 min。加入400 µL结合缓冲液混匀后，在流式细胞仪上检测各组细胞凋亡率。
1.6 RT-qPCR检测细胞中MRP2 mRNA表达水平
收集THLE-3细胞，采用吸附柱法提取细胞中的总RNA，根据试剂盒说明书操作合成cDNA。再以cDNA为模板，通过SYBR Green fast qPCR Mix进行扩增。引物由生工生物工程（上海）股份有限公司合成，序列为：MRP2上游引物5’-AGCAGGTATTCGTTGGTTTTCT-3’，下游引物5’-AACCAGGAGCCATGTGCCTA-3’；GAPDH上游引物5’-CCCTTAAGAGGGATGCTGCC-3’，下游引物5’-TACGGCCAAATCCGTTCACA-3’。以GAPDH为内参，采用2-∆∆Ct法计算目的基因表达水平。
1.7 蛋白质印迹法检测细胞中MRP2和Nrf2蛋白表达水平
收集THLE-3细胞，裂解提取总蛋白。测定蛋白浓度后以25 µg蛋白上样量进行电泳。电泳结束后移膜，室温封闭2 h，之后置于一抗（MRP2抗体1∶2 000，Nrf2抗体1∶1 000，GAPDH抗体1∶2 500）4 ℃孵育过夜。洗膜后二抗室温孵育1 h。洗膜后滴加化学发光试剂显影曝光，采用Image J软件分析蛋白条带灰度值，以GAPDH为内参，计算蛋白表达水平。
1.8 统计学方法
采用SPSS 23.0软件进行统计学分析，符合正态分布的计量资料以均数±标准差表示，多组间比较采用单因素方差分析及事后LSD检验，P<0.05为差异有统计学意义。
2. 结 果
2.1 GCDCA对THLE-3细胞损伤及MRP2表达的影响
随着GCDCA干预浓度的升高，THLE-3细胞增殖率逐渐降低（图1A）。不同浓度GCDCA干预后，THLE-3细胞培养液中LDH活性和细胞凋亡率均逐渐升高（图1B、C）；细胞中MRP2蛋白表达水平逐渐降低（图1C、D，均为P<0.05），故选择200 µmol/L作为后续实验中GCDCA诱导THLE-3细胞损伤的干预浓度。
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图 1 GCDCA诱导THLE-3细胞损伤并抑制MRP2蛋白表达注：A图为细胞增殖率；B图为细胞培养液中LDH水平；C图为细胞凋亡率；D图为细胞中MRP2蛋白相对表达水平。与对照组比较，aP<0.05，bP<0.01，cP<0.001。Figure 1. GCDCA induced THLE-3 cells injury and inhibited MRP2 protein expression2.2 MOTS-c对GCDCA诱导的THLE-3细胞损伤的影响
低浓度MOTS-c对细胞增殖率无影响，高浓度（120、240 µmol/L）干预会抑制细胞增殖（图2A）。与对照组比较，GCDCA组细胞增殖率降低，细胞培养液中LDH活性和细胞凋亡率升高；与GCDCA组比较，30、60 µmol/L MOTS-c干预组细胞增殖率升高，细胞培养液中LDH活性和细胞凋亡率降低（图2B~D，均为P<0.05）。
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图 2 MOTS-c改善GCDCA诱导的THLE-3细胞损伤和凋亡注：A~B图为细胞增殖率；C图为细胞培养液中LDH水平；D图为细胞凋亡率。与对照组比较，aP<0.05；与GCDCA组比较，bP<0.05。Figure 2. MOTS-c ameliorated GCDCA-induced THLE-3 cells injury and apoptosis2.3 MOTS-c对GCDCA诱导的THLE-3细胞中MRP2表达的影响
与对照组比较，GCDCA组细胞中MRP2 mRNA和蛋白表达水平降低，Nrf2蛋白表达水平降低；与GCDCA组比较，30、60 µmol/L MOTS-c组细胞中MRP2 mRNA和蛋白表达水平升高，Nrf2蛋白表达水平升高（均为P<0.05，图3）。
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图 3 MOTS-c促进GCDCA诱导的THLE-3细胞中MRP2的表达水平注：A图为细胞中MRP2 mRNA表达水平；B图为细胞中MRP2蛋白表达水平；C图为细胞中Nrf2蛋白表达水平。与对照组比较，aP<0.05；与GCDCA组比较，bP<0.05。Figure 3. MOTS-c promoted the expression of MRP2 in THLE-3 cells induced by GCDCA2.4 MOTS-c通过调节MRP2表达对GCDCA诱导的THLE-3细胞损伤的影响
与GCDCA组比较，MOTS-c组细胞中MRP2蛋白表达水平和细胞增殖率升高，细胞培养液中LDH活性及细胞凋亡率降低，Probenecid组细胞中MRP2蛋白表达水平和细胞增殖率降低，细胞培养液中LDH活性及细胞凋亡率升高；与MOTS-c组比较，MOTS-c+Probenecid组细胞中MRP2蛋白表达水平和细胞增殖率降低，细胞培养液中LDH活性及细胞凋亡率升高（均为P<0.05，图4）。
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图 4 Probenecid部分逆转MOTS-c对GCDCA诱导的THLE-3细胞损伤和凋亡的影响注：A图为细胞中MRP2蛋白表达水平；B图为细胞增殖率；C图为细胞培养液中LDH水平；D图为细胞凋亡率。与GCDCA组比较，aP<0.05；与MOTS-c组比较，bP<0.05。Figure 4. Probenecid partially reversed the effects of MOTS-c on GCDCA-induced injury and apoptosis in THLE-3 cells2.5 抑制Nrf2部分逆转MOTS-c对GCDCA诱导的THLE-3细胞中MRP2表达的促进作用
与GCDCA组比较，MOTS-s组Nrf2和MRP2蛋白表达水平升高，ML385组细胞中Nrf2和MRP2蛋白表达水平降低；与MOTS-c组比较，MOTS-c+ML385组细胞中Nrf2和MRP2蛋白表达水平降低（均为P<0.05，图5）。
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图 5 ML385部分逆转MOTS-c对GCDCA诱导的THLE-3细胞中Nrf2和MRP2蛋白表达水平的影响注：与GCDCA组比较，aP<0.05，与MOTS-c组比较，bP<0.05。Figure 5. ML385 partially reversed the effects of MOTS-c on the expression levels of Nrf2 and MRP2 proteins in GCDCA-induced THLE-3 cells3. 讨 论
胆汁淤积是一种常见的临床事件，由胆汁形成异常或排泄受阻导致胆汁酸或胆汁盐滞留[18]。长期持续的胆汁淤积会发展为胆汁淤积性肝炎、肝纤维化、肝硬化，甚至是肝衰竭[19-20]。胆汁酸由肝脏中的胆固醇合成，是一种生理性的洗涤分子，因此具有高度的细胞毒性。在胆汁淤积中，胆汁流动障碍导致胆汁酸在肝脏中蓄积，进而导致肝细胞损伤[21]。此外，胆汁酸还可以刺激胆管细胞和星状细胞增殖，从而导致胆管增殖和肝纤维化[22]。GCDCA作为病理性肝细胞凋亡的诱导剂在血清中的积累具有临床意义，可损坏肝功能[23]。研究显示，外源性补充GCDCA可促进肝脏胆汁淤积型小鼠发生肝纤维化[24]。王文杰等[25]采用GCDCA刺激人肝细胞L-O2，结果显示细胞中促炎因子水平显著升高，炎症相关通路也被激活。因此，GCDCA体外诱导肝细胞可模拟胆汁淤积肝细胞病理状态[26]。本研究采用GCDCA处理人肝细胞THLE-3，发现细胞增殖活性降低，细胞凋亡率和LDH释放增加，表明GCDCA诱导下的THLE-3细胞损伤严重。
MRP2是一种有机阴离子的特异性外排转运蛋白，在肝细胞小管膜上表达，其在谷胱甘肽、胆红素或葡萄糖醛酸酯的胆汁排泄过程中起关键性作用[27-28]。MRP2介导的肝胆转运被中断是胆汁淤积导致的主要肝细胞功能障碍之一[29]。有研究显示，恢复MRP2介导的转运功能可通过改善谷胱甘肽的排泄而使胆汁流量恢复正常[30]。MRP2在胆汁淤积大鼠肝组织中表达下调，上调MRP2表达有助于恢复大鼠肝功能[31]。Chen等[28]的研究也发现，抑制MRP2泛素化降解可减轻胆汁淤积性肝损伤。同样，本研究也发现MRP2在GCDCA诱导的THLE-3细胞中的表达水平降低，说明MRP2表达缺乏可能参与GCDCA诱导THLE-3细胞损伤的病理过程。
MOTS-c是线粒体衍生肽家族的主要成员，其对线粒体功能、基因表达和代谢稳态的调节作用受到广泛关注[32-33]。在胆汁淤积过程中，线粒体是胆汁酸等细胞毒性分子作用的主要靶点之一，从而引起细胞能量危机和细胞死亡介质的释放[34]。本研究中，MOTS-c的干预显著减轻了GCDCA诱导的THLE-3细胞损伤，降低其凋亡率，提示MOTS-c可有效改善胆汁淤积肝细胞损伤。此外，本研究结果还显示，MOTS-c可上调GCDCA暴露下THLE-3细胞中MRP2和Nrf2蛋白表达水平。据报道，MOTS-c可与多种转录因子相互作用，包括Nrf2、叉头蛋白F1和信号转导和转录激活因子3等[13,35-36]。在应激状态下，MOTS-c转移至细胞核，然后调节一系列基因表达以响应代谢功能障碍[37]。而Nrf2可直接调控MRP2在小鼠肝细胞中的表达水平，且激活Nrf2/MRP通路可减弱胆管结扎小鼠的阻塞性胆汁淤积[38]。Wang等[39]的研究结果也证实，激活Nrf2介导的尿苷二磷酸葡萄糖醛酸转移酶和胆盐输出泵/MRP2信号通路可显著减轻萘异硫氰酸酯诱导的大鼠胆汁淤积性肝损伤。结合本研究结果及上述他人研究，推测MOTS-c减轻GCDCA对THLE-3细胞毒性作用的机制可能与激活Nrf2/MRP2通路有关。为验证此推测，本研究引入MRP2抑制剂Probenecid与MOTS-c联合干预GCDCA诱导下的THLE-3细胞，发现细胞损伤加重，凋亡率升高；而Nrf2抑制剂ML385与MOTS-c的联合干预使THLE-3细胞中MRP2表达下调，提示抑制Nrf2/MRP2信号传导可部分逆转MOTS-c对GCDCA诱导THLE-3细胞损伤的改善作用。
综上所述，MOTS-c可通过促进Nrf2的表达以上调MRP2在肝细胞中的表达水平，从而减轻GCDCA诱导的胆汁淤积性肝细胞损伤。虽然MOTS-c在氧化应激和线粒体功能障碍方面的研究较多，但其对胆汁淤积线粒体损伤的影响尚不明确，这将在后续研究中进一步探讨。
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图 1 GCDCA诱导THLE-3细胞损伤并抑制MRP2蛋白表达
注：A图为细胞增殖率；B图为细胞培养液中LDH水平；C图为细胞凋亡率；D图为细胞中MRP2蛋白相对表达水平。与对照组比较，aP<0.05，bP<0.01，cP<0.001。
Figure 1. GCDCA induced THLE-3 cells injury and inhibited MRP2 protein expression
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图 2 MOTS-c改善GCDCA诱导的THLE-3细胞损伤和凋亡
注：A~B图为细胞增殖率；C图为细胞培养液中LDH水平；D图为细胞凋亡率。与对照组比较，aP<0.05；与GCDCA组比较，bP<0.05。
Figure 2. MOTS-c ameliorated GCDCA-induced THLE-3 cells injury and apoptosis
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图 3 MOTS-c促进GCDCA诱导的THLE-3细胞中MRP2的表达水平
注：A图为细胞中MRP2 mRNA表达水平；B图为细胞中MRP2蛋白表达水平；C图为细胞中Nrf2蛋白表达水平。与对照组比较，aP<0.05；与GCDCA组比较，bP<0.05。
Figure 3. MOTS-c promoted the expression of MRP2 in THLE-3 cells induced by GCDCA
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图 4 Probenecid部分逆转MOTS-c对GCDCA诱导的THLE-3细胞损伤和凋亡的影响
注：A图为细胞中MRP2蛋白表达水平；B图为细胞增殖率；C图为细胞培养液中LDH水平；D图为细胞凋亡率。与GCDCA组比较，aP<0.05；与MOTS-c组比较，bP<0.05。
Figure 4. Probenecid partially reversed the effects of MOTS-c on GCDCA-induced injury and apoptosis in THLE-3 cells
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[1] HOU J, TOLBERT E, BIRKENBACH M, et al. Treprostinil alleviates hepatic mitochondrial injury during rat renal ischemia-reperfusion injury[J]. Biomedecine Pharmacother, 2021, 143: 112172. DOI: 10.1016/j.biopha.2021.112172.
[2] KOC S, DOGAN H O, KARATAS O, et al. Mitochondrial homeostasis and mast cells in experimental hepatic ischemia-reperfusion injury of rats[J]. Turk J Gastroenterol, 2022, 33(9): 777-784. DOI: 10.5152/tjg.2022.21911.
[3] WANG L, FENG Z J, MA X, et al. Mitochondrial quality control in hepatic ischemia-reperfusion injury[J]. Heliyon, 2023, 9(7): e17702. DOI: 10.1016/j.heliyon.2023.e17702.
[4] MONTI C, AUDI S H, WOMACK J, et al. Physiologically-based pharmacokinetic modeling of blood clearance of liver fluorescent markers for the assessment of the degree of hepatic ischemia-reperfusion injury[J]. Annu Int Conf IEEE Eng Med Biol Soc, 2023, 2023: 1-6. DOI: 10.1109/EMBC40787.2023.10340273.
[5] 徐王刚, 曾仲, 段键, 等. 缺血再灌注损伤介导MRP2表达下调对DCD供体肝移植术后胆红素代谢的影响[J]. 昆明医科大学学报, 2020, 41(10): 96-100. XU W G, ZENG Z, DUAN J, et al. Downregulation of MRP2 expression on bilirubin metabolism after liver transplantation from DCD donors[J]. J Kunming Med Univ, 2020, 41(10): 96-100.
[6] 吴晓平, 张保新, 张晓娟, 等. 多耐药相关蛋白MRP2与核受体RXRα、RARα在人阻塞性胆汁淤积肝组织中的表达变化[J]. 胃肠病学和肝病学杂志, 2011, 20(8): 769-770. DOI: 10.3969/j.issn.1006-5709.2011.08.026. WU X P, ZHANG B X, ZHANG X J, et al. Changes of MRP2, RXRα and RARα expression in liver tissues of patients with obstructive cholestasis[J]. Chin J Gastroenterol Hepatol, 2011, 20(8): 769-770. DOI: 10.3969/j.issn.1006-5709.2011.08.026.
[7] WANG R, YUAN T, SUN J, et al. Paeoniflorin alleviates 17α-ethinylestradiol-induced cholestasis via the farnesoid X receptor-mediated bile acid homeostasis signaling pathway in rats[J]. Front Pharmacol, 2022, 13: 1064653. DOI: 10.3389/fphar.2022.1064653.
[8] ZU Y, LIU Y, LAN L, et al. Consecutive baicalin treatment relieves its accumulation in rats with intrahepatic cholestasis by increasing MRP2 expression[J]. Heliyon, 2023, 9(1): e12689. DOI: 10.1016/j.heliyon.2022.e12689.
[9] HUA W, ZHANG S, LU Q, et al. Protective effects of n-Butanol extract and iridoid glycosides of Veronica ciliata Fisch. against ANIT-induced cholestatic liver injury in mice[J]. J Ethnopharmacol, 2021, 266: 113432. DOI: 10.1016/j.jep.2020.113432.
[10] 王毓, 彭建业, 朱明燕. MOTS-c肽对心肌缺血再灌注大鼠心肌损伤的保护作用[J]. 安徽医科大学学报, 2024, 59(8): 1405-1410. DOI: 10.19405/j.cnki.issn1000-1492.2024.08.017. WANG Y, PENG J Y, ZHU M Y. Protective effect of MOTS-c peptide on myocardial injury in rats with myocardial ischemia reperfusion[J]. Acta Univ Med Anhui, 2024, 59(8): 1405-1410. DOI: 10.19405/j.cnki.issn1000-1492.2024.08.017.
[11] LU P, LI X, LI B, et al. The mitochondrial-derived peptide MOTS-c suppresses ferroptosis and alleviates acute lung injury induced by myocardial ischemia reperfusion via PPARγ signaling pathway[J]. Eur J Pharmacol, 2023, 953: 175835. DOI: 10.1016/j.ejphar.2023.175835.
[12] ZHANG Y, HUANG J, ZHANG Y, et al. The mitochondrial-derived peptide MOTS-c alleviates radiation pneumonitis via an Nrf2-dependent mechanism[J]. Antioxidants, 2024, 13(5): 613. DOI: 10.3390/antiox13050613.
[13] XIAO J, ZHANG Q, SHAN Y, et al. The mitochondrial-derived peptide (MOTS-c) interacted with Nrf2 to defend the antioxidant system to protect dopaminergic neurons against rotenone exposure[J]. Mol Neurobiol, 2023, 60(10): 5915-5930. DOI: 10.1007/s12035-023-03443-3.
[14] LIU J, LICKTEIG A J, ZHANG Y, et al. Activation of Nrf2 decreases bile acid concentrations in livers of female mice[J]. Xenobiotica, 2021, 51(5): 605-615. DOI: 10.1080/00498254.2021.1880033.
[15] ZHANG Y, LICKTEIG A J, LIU J, et al. Effects of ablation and activation of Nrf2 on bile acid homeostasis in male mice[J]. Toxicol Appl Pharmacol, 2020, 403: 115170. DOI: 10.1016/j.taap.2020.115170.
[16] JEMNITZ K, VERES Z, TUGYI R, et al. Biliary efflux transporters involved in the clearance of rosuvastatin in sandwich culture of primary rat hepatocytes[J]. Toxicol In Vitro, 2010, 24(2): 605-610. DOI: 10.1016/j.tiv.2009.10.009.
[17] XIONG Y, WANG Y, ZHANG J, et al. hPMSCs protects against D-galactose-induced oxidative damage of CD4+ T cells through activating Akt-mediated Nrf2 antioxidant signaling[J]. Stem Cell Res Ther, 2020, 11(1): 468. DOI: 10.1186/s13287-020-01993-0.
[18] 李其泽, 樊程, 赵晓松, 等. 婴儿胆汁淤积症的病因及临床指标分析[J]. 中华肝脏病杂志, 2024, 32(9): 813-819. DOI: 10.3760/cma.j.cn501113-20230905-00091. LI Q Z, FAN C, ZHAO X S, et al. Analysis of the etiology and clinical indicators of infantile cholestasis[J]. Chin J Hepatol, 2024, 32(9): 813-819. DOI: 10.3760/cma.j.cn501113-20230905-00091.
[19] 张继平. 胆汁淤积性肝病的病理学诊断[J]. 临床肝胆病杂志, 2024, 40(6): 1093-1099. DOI: 10.12449/JCH240605. ZHANG J P. Pathological diagnosis of cholestatic liver disease[J]. J Clin Hepatol, 2024, 40(6): 1093-1099. DOI: 10.12449/JCH240605.
[20] ZHOU C, PAN X, HUANG L, et al. Fibroblast growth factor 21 ameliorates cholestatic liver injury via a hepatic FGFR4-JNK pathway[J]. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis, 2024, 1870(1): 166870. DOI: 10.1016/j.bbadis.2023.166870.
[21] HUANG L, LI Y, TANG R, et al. Bile acids metabolism in the gut-liver axis mediates liver injury during lactation[J]. Life Sci, 2024, 338: 122380. DOI: 10.1016/j.lfs.2023.122380.
[22] CAI S Y, BOYER J L. The role of bile acids in cholestatic liver injury[J]. Ann Transl Med, 2021, 9(8): 737. DOI: 10.21037/atm-20-5110.
[23] DOTAN M, FRIED S, HAR-ZAHAV A, et al. Periductal bile acid exposure causes cholangiocyte injury and fibrosis[J]. PLoS One, 2022, 17(3): e0265418. DOI: 10.1371/journal.pone.0265418.
[24] HOHENESTER S, KANITZ V, KREMER A E, et al. Glycochenodeoxycholate promotes liver fibrosis in mice with hepatocellular cholestasis[J]. Cells, 2020, 9(2): 281. DOI: 10.3390/cells9020281.
[25] 王文杰, 解达伟, 黄通, 等. 核因子-κB信号通路在胆汁淤积性肝损伤中的作用及其机制[J]. 中华实验外科杂志, 2020, 37(10): 1819-1822. DOI: 10.3760/cma.j.cn421213-20200324-01106. WANG W J, XIE D W, HUANG T, et al. The role of nuclear factor-κB signaling in bile acid-induced liver injury in cholestasis[J]. Chin J Exp Surg, 2020, 37(10): 1819-1822. DOI: 10.3760/cma.j.cn421213-20200324-01106.
[26] 陈思. 纳米NAD+通过SIRT1/PGC-1α/TFAM通路治疗胆汁淤积的研究[D]. 重庆: 重庆医科大学, 2022. [27] MAZZA T, ROUMELIOTIS T I, GARITTA E, et al. Structural basis for the modulation of MRP2 activity by phosphorylation and drugs[J]. Nat Commun, 2024, 15(1): 1983. DOI: 10.1038/s41467-024-46392-8.
[28] CHEN J, WU H, TANG X, et al. 4-Phenylbutyrate protects against rifampin-induced liver injury via regulating MRP2 ubiquitination through inhibiting endoplasmic reticulum stress[J]. Bioengineered, 2022, 13(2): 2866-2877. DOI: 10.1080/21655979.2021.2024970.
[29] BEER A J, HERTZ D, SEEMANN E, et al. Reduced MRP2 surface availability as PI3Kγ-mediated hepatocytic dysfunction reflecting a hallmark of cholestasis in sepsis[J]. Sci Rep, 2020, 10(1): 13110. DOI: 10.1038/s41598-020-69901-3.
[30] RAZORI M V, MARTÍN P L, MAIDAGAN P M, et al. Spironolactone ameliorates lipopolysaccharide-induced cholestasis in rats by improving MRP2 function: role of transcriptional and post-transcriptional mechanisms[J]. Life Sci, 2020, 259: 118352. DOI: 10.1016/j.lfs.2020.118352.
[31] KIM M J, KANG Y J, KWON M, et al. Ursodeoxycholate restores biliary excretion of methotrexate in rats with ethinyl estradiol induced-cholestasis by restoring canalicular MRP2 expression[J]. Int J Mol Sci, 2018, 19(4): 1120. DOI: 10.3390/ijms19041120.
[32] GAO Y, WEI X, WEI P, et al. MOTS-c functionally prevents metabolic disorders[J]. Metabolites, 2023, 13(1): 125. DOI: 10.3390/metabo13010125.
[33] ZHENG Y, WEI Z, WANG T. MOTS-c: a promising mitochondrial-derived peptide for therapeutic exploitation[J]. Front Endocrinol, 2023, 14: 1120533. DOI: 10.3389/fendo.2023.1120533.
[34] HEIDARI R, NIKNAHAD H. The role and study of mitochondrial impairment and oxidative stress in cholestasis[J]. Methods Mol Biol, 2019, 1981: 117-132. DOI: 10.1007/978-1-4939-9420-5_8.
[35] WENG F B, ZHU L F, ZHOU J X, et al. MOTS-c accelerates bone fracture healing by stimulating osteogenesis of bone marrow mesenchymal stem cells via positively regulating FOXF1 to activate the TGF-β pathway[J]. Eur Rev Med Pharmacol Sci, 2021, 25(6): 2459. DOI: 10.26355/eurrev_202103_25396.
[36] ZHAI D, YE Z, JIANG Y, et al. MOTS-c peptide increases survival and decreases bacterial load in mice infected with MRSA[J]. Mol Immunol, 2017, 92: 151-160. DOI: 10.1016/j.molimm.2017.10.017.
[37] MOHTASHAMI Z, SINGH M K, SALIMIAGHDAM N, et al. MOTS-c, the most recent mitochondrial derived peptide in human aging and age-related diseases[J]. Int J Mol Sci, 2022, 23(19): 11991. DOI: 10.3390/ijms231911991.
[38] CHEN P, LI J, FAN X, et al. Oleanolic acid attenuates obstructive cholestasis in bile duct-ligated mice, possibly via activation of NRF2-MRPs and FXR antagonism[J]. Eur J Pharmacol, 2015, 765: 131-139. DOI: 10.1016/j.ejphar.2015.08.029.
[39] WANG X, XIONG W, WANG X, et al. Ursolic acid attenuates cholestasis through Nrf2-mediated regulation of UGT2B7 and BSEP/MRP2[J]. Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol, 2024, 397(4): 2257-2267. DOI: 10.1007/s00210-023-02733-w.
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